5.1. Longitud específica de raíces

La longitud específica de la raíz (LER), o relación entre la longitud de la raíz y la biomasa seca de las raíces finas, es el carácter subterráneo análogo al área foliar específica (ver 3.1), y también representa una relación entre la unidad estándar de adquisición (longitud de la raíz) sobre la inversión del recurso en esa unidad (masa). Plantas con LER alta poseen mayor longitud de raíces para una inversión dada de biomasa seca y, generalmente, se considera que tienen tasas de adquisición de nutrientes y agua, y de crecimiento relativo más altas (por unidad de masa seca), mientras que presentan sobrevida de las raíces más bajas en comparación con las plantas con baja LER. No obstante, la LER alta puede ser el resultado de raíces de diámetro pequeño o densidad de tejidos bajo, características a su vez asociadas independientemente con diferentes caracteres. Por ejemplo, raíces finas ejercen fuerzas menos penetrante en el suelo y transportan menos agua, mientras que las raíces con tejidos de baja densidad son menos longevos pero tienen mayores tasas de absorción bajo condiciones de abundantes nutrientes. Puesto que hay muy poca diferencia operativa entre medir sólo LER o incluir la medición del diámetro y la densidad de las raíces recomendamos, al medir los caracteres funcionales de raíces, incluir estas mediciones.


¿Qué y cómo colectar?

A menudo se mide el conjunto de raíces de una planta para comparar sus raíces finas, sin embargo las raíces finas individuales o una cantidad pequeña de ellas pueden ser suficientes para medir el diámetro de las raíces, su biomasa o el orden de las ramificaciones. Una vez recolectadas las raíces finas, recomendamos separar las raíces finas de acuerdo con su edad y/o, si fuera de interés para responder preguntas específicas del estudio, también la profundidad del muestreo. Las raíces recolectadas en el campo típicamente abarcan un rango de edades, mientras que las raíces obtenidas dentro de tubos o provenientes de plantas jóvenes limitarían los rangos de edad. Las bases de la comparación que motiva las preguntas de cada estudio deben estar claramente determinadas y la obtención y preparación de las raíces debe ser adecuada a ellas en cada muestreo. Las raíces provenientes de los 20 centímetros superiores son la base estándar de la comparación, pero la profundidad real muestreada debería reflejar la variación en la altura debajo del suelo del cual se colectan las hojas.
En muestras de mezclas de especies, se debería rastrear el origen de las raíces finas para poder identificar con certeza a qué especie pertenecen. Esto no es necesario en parches de vegetación uniformes o monoespecíficos, o cuando las raíces pueden ser distinguidas por sus características particulares entre una pequeña cantidad de especies. Para plantas pequeñas, a menudo es más factible excavar la planta entera para lavarla más tarde, y de esta forma facilitar la identificación de las raíces. Una cantidad estándar de raíces suficiente para realizar las mediciones generalmente es la que cabe en la palma de su mano. En general, es mejor tener una pequeña cantidad de raíces bien preparadas que una gran cantidad con menor calidad de preparación. Es preferible evitar individuos atípicamente grandes o atípicamente pequeños.


Almacenaje y procesamiento

Las raíces sin lavar generalmente pueden ser almacenadas bajo condiciones húmedas y frescas por una semana con mínima degradación de su estructura. Las técnicas de lavado deben ser poco agresivas para las especies con baja densidad de raíces, mientras que para raíces de alta densidad, en suelos con arcillas pesadas o materia orgánica que puede comprometer las mediciones, se pueden utilizar técnicas de lavado más rigurosas. El lavado de raíces de suelos arenosos puede requerir tan poco como treinta segundos bajo el agua corriente, mientras que el lavado de raíces del suelo rico en materia orgánica de la tundra podría requerir horas de limpieza meticulosa. En general, la limpieza de raíces requerirá una combinación de agua corriente sobre un tamiz de malla fina (0.2- 1 mm; para remover partículas finas y pesadas como arena), enjuagado en recipientes de agua (para remover partículas más gruesas y pesadas como guijarros), y extracción de restos con ayuda de pinzas (para remover contaminantes de similar tamaño y densidad que las raíces en estudio). A menudo es necesario masajear las raíces con los dedos y separar las raíces individuales para permitir la remoción de partículas. Si algunas partículas finas, como las arcillas, son muy difíciles de remover las raíces pueden ser quemadas a 650 ° C y luego sustraer el valor de la masa de cenizas de la biomasa seca bruta de raíces. Una regla práctica útil es detener el lavado de las raíces cuando le parece que está perdiendo tantas raíces finas como suelo está removiendo, o preferentemente un poco antes. Las raíces lavadas pueden ser almacenadas en una solución de etanol al 50 % por períodos más largos de tiempo.


Mediciones

En ocasiones es necesario separar las raíces saludables, y aparentemente vivas, de la muestra recientemente lavada. Las raíces vivas generalmente tienen un aspecto más claro y turgente comparado con las raíces muertas o senescentes de la misma especie, que se ven más oscuras y blandas o deshidratadas. Debe tenerse en cuenta que en algunas especies las raíces vivas pueden no ser distinguibles de las muertas por su color. Puede ser útil observar un rango de edades y colores de raíces absorbentes para cada especie de planta a medir antes de realizar las mediciones, para poder identificar adecuadamente las raíces vivas y saludables. Para especies leñosas, las raíces a menudo se dividen por orden de ramificación para estandarizar mejor las comparaciones entre las especies.
Una vez que se prepararon las raíces se deben digitalizar las raíces y medir su longitud y diámetro para la determinación de los caracteres. La digitalización puede ser hecha con casi cualquier escáner. Un escáner con una resolución de 1600 dpi tiene una resolución de 15 µm que es la mitad del espesor de las raíces más finas de cualquier planta. Aun así, un escáner con menor resolución podría también servir. Se recomienda un escáner con un adaptador de transparencia, que ilumina los ítems en el escáner desde abajo, para obtener imágenes más nítidas de las raíces finas.

Las imágenes de las raíces se pueden capturar mejor si se sumergen las mismas en una pequeña cantidad de agua, esto también ayuda a desenredar las raíces individuales. Una bandeja de plástico transparente también sirve para ese fin. En general, no debería ser necesario teñir las raíces para obtener sus imágenes. Luego de escanearlas, las raíces deben ser secadas (48 horas a 60 ° C) y pesadas. Estas muestras de raíces también pueden ser molidas y analizadas para determinar su concentración de nutrientes.
Una vez que las raíces han sido escaneadas, se debe determinar de una fracción de la muestra la longitud y diámetro. Para un pequeño número de raíces esto puede ser hecho con un software de análisis de imágenes (ver 3.1 para datos de softwares libres). Para un mayor número de muestras o en el caso de raíces muy largas se recomienda la aplicación disponible comercialmente, WinRhizo (Régent Instruments). El software determinará automáticamente la longitud, diámetro y la distribución del volumen de las raíces de una muestra de longitud de raíces, lo que permitirá cálculos simples de LER, diámetro promedio de las raíces, y densidad del tejido radical (masa seca de raíces sobre volumen, este último derivado de la longitud y el radio). Aunque el software es caro para usos ocasionales, las raíces pueden ser escaneadas independientemente del análisis de software, guardadas en formato JPEG, y analizadas más tarde por alguien que tenga el software. Ver en el item Casos Especiales y Extras para métodos manuales cuando no está disponible ninguna de las facilidades mencionadas.


Casos especiales o extras

(i) Diámetro de la raíz y densidad de los tejidos radicales. No todas las raíces de un diámetro y densidad de tejidos dado tienen estructura celular similar. Las raíces pueden variar en sus proporciones relativas de corteza y cilindro central (principalmente floema y xilema) y también en la forma en que estos tejidos se construyen. Por estas razones, de manera complementaria a la medición de la morfología de raíces finas, recomendamos realizar cortes transversales de las raíces medidas para determinar su estructura celular. Para ese fin, se deben seleccionar varias raíces de cada especie y se deben embeber en un polímero para luego realizar cortes con un micrótomo (en láminas de 4-µm). Los cortes se deben teñir con Azul de Toluidina (que tiñe a la lignina color azul- verdoso y a la celulosa púrpura a rojo-violeta), para luego montarse sobre un portaobjetos. Sobre los cortes se deben tomar imágenes digitales de cada especie utilizando un microscopio óptico a una magnificación de 100 x. Mediante software de análisis de imágenes se podrá determinar en los cortes las áreas correspondientes al cilindro central, el endodermo y los grandes elementos del xilema para luego calcular los diámetros de cada elemento, y las cantidades relativas de los diferentes tejidos en relación al área del corte transversal.


Referencias sobre la teoría, significancia y bases de datos: Eissenstat and Yanai (1997); Wahl and Ryser (2000); Steudle (2001); Pregitzer et al. (2002); Roumet et al. (2006); Craine (2009); Paula and Pausas (2011).

Más sobre metodología: Newman (1966); Tennant (1975); Böhm (1979); Fitter (1996); Bouma et al. (2000); Craine et al. (2001); Craine (2009).