3.17. Descomponibilidad de broza

Las distintas especies de plantas ejercen un fuerte control sobre las tasas de descomposición a través de los efectos post-mortem de los atributos de sus módulos vivos (ya sean hojas, ramas, troncos o raíces) sobre la calidad de la broza (material senescente) que es producida. Así, los cambios en la composición de especies de plantas, producto de los factores de cambio global, uso de la tierra o resultantes de la sucesión, tienen el potencial de afectar las tasas de descomposición a nivel ecosistémico y a su vez producir retroalimentaciones en el clima mediante la liberación de CO2. Una forma de estimar los efectos de las especies en las tasas de descomposición es la evaluación de la pérdida de masa de la broza de diferentes especies incubadas bajo las mismas condiciones, de manera simultánea en los llamados jardines comunes o camas de descomposición. La descomponibilidad especie-específica derivada de esas incubaciones integra diferentes caracteres estructurales y químicos de la hoja (o módulo) debido a que la descomponibilidad es una expresión de la calidad del material vegetal como sustrato para los microorganismos. Así, la descomponibilidad está usualmente relacionada con el contenido de materia seca foliar, con la dureza de la hoja, así como con los contenidos de N y lignina; en algunos estudios también está relacionada con el AFE, el pH foliar, el contenido de taninos, P y cationes.


¿Qué recolectar y cómo hacerlo?

En este protocolo nos enfocaremos en broza foliar (hojarasca) pero el mismo puede ser aplicado a otras partes de la planta (ver Casos especiales o extras de esta sección). La hojarasca, o material vegetal senescente, debe ser recolectado fresco, en el campo, de plantas maduras. En las especies que desprenden sus hojas senescentes puede ser colectado directamente del suelo, si pasaron pocos días de su caída o colocando una tela o red bajo el árbol o rama y agitando el mismo suavemente hasta que las hojas se desprendan, o en el caso de algunas hojas simplemente tocando la hoja que está por caer. Es importante asegurarse de que no quede suele mezclado entre las hojas recogidas. En las especies que retienen sus hojas y o que mueren completamente sobre el suelo se cortan las hojas que se considera están muertas recientemente y que no se han empezado a descomponer aún. En particular en algunas especies deciduas, esas hojas recientemente muertas suelen poseer colores otoñales brillantes. Los pecíolos y raquis de las hojas compuestas que caen como un componente integral de la broza foliar deben ser también recolectados y procesados como tales (pero ver la discusión al respecto en la sección 3.1.). En especies áfilas, donde la rama entera funciona como unidad fotosintética análoga a la hoja y también envejece como una unidad, esas unidades deben ser recolectadas como equivalentes a broza foliar. En las hojas grandes que mueren de manera muy gradual empezando por el extremo más externo y hacia el interior de la corona (como en muchas monocotiledóneas), se deben recolectar las hojas en las cuales la mitad de la lámina esté en la fase de senescencia correcta, es decir completamente muerte sin evidencias de descomposición. En las especies en las que sus hojas mueren secuencialmente en cohortes, recomendamos recolectar la broza en sucesivas veces de la misma planta, para obtener una muestra más representativa de la misma.


Almacenamiento y procesamiento

La broza recolectada en el campo debe ser almacenada en bolsas de papel abiertas para su secado al aire hasta que alcancen un equilibrio de humedad. Para preservar mejor sus características, la broza nunca debe ser secada a altas temperaturas (i.e. >40°C). Una vez que fue secada al aire, la broza puede ser almacenada en las mismas bolsas de papel, por varios meses, siempre que las condiciones ambientales sean relativamente secas y manteniéndolas alejadas del sol. Para cada especie debe tomarse una submuestra del material secado al aire que será pesada, secada en estufa por 48 h (a 60°C) y pesada nuevamente para calcular el contenido de agua de las muestras secadas al aire y luego restarlo a los pesos de las muestras secadas al aire cuando se armen las bolsitas de broza. Si bien no existen reglas fijas en cuanto al tamaño de las bolsitas de broza, el tipo o la apertura de la malla utilizada, las mismas deben ser realizadas en un material no degradable, inerte y flexible. Típicamente, las medidas son de 10 × 10 cm o de 20 × 20 cm, en malla de fibra de vidrio o poliéster. El tamaño de las bolsitas dependerá de los materiales en estudio, pero es importante estandarizar la manera de empaquetar la hojarasca dentro de las bolsas, sobre todo si las hojas de las distintas especies poseen morfologías diferentes. En general, se usan bolsitas de malla más fina cuando alguna o algunas de las especies que se van a comparar poseen hojas muy pequeñas o delgadas. Hay que tener en cuenta que el uso de mallas más gruesas permite el acceso a un grupo más amplio de descomponedores, y tendrá menos efecto en el microclima de la bolsita. En cualquier caso, puede ser útil la comparación de los patrones de descomposición de los mismos materiales en bolsitas de diferente malla para calibrar entre ellas. Todas las bolsitas de hojarasca de un jardín común deben tener la misma cantidad inicial de material (típicamente 1 o 5g, dependiendo del ambiente y las especies estudiadas). Si las hojas son muy grandes, en comparación con las de otras especies que se compararán, puede ser necesario cortarlas en porciones similares a las de las otras especies del estudio (incluyendo porciones representativas de venas y pecíolos), para que no existan variaciones demasiado significativas en el tamaño de las bolsitas dentro de un mismo experimento. En el caso de las hojas de las monocotiledóneas, que suelen ser largas y flexibles, se pueden doblar o también cortar en segmentos. Si las especies estudiadas son muy diferentes y no se puede homogeneizar la cantidad inicial de material, es recomendable incubar especies de referencia con dos o tres cantidades iniciales de material para calibrar y poder hacer comparaciones posteriores entre especies. Es importante que las hojas no se rompan durante la manipulación y el llenado de las bolsitas. Para evitar roturas se pueden llenar las bolsas usando un embudo (de plástico o simplemente de papel) inserto en la bolsita. Una vez llenas, las bolsitas pueden ser selladas con pegamento o con un sellador de calor, pueden ser cosidas con hilo de nylon, o pueden ser engrampadas con grampas inoxidables. Dentro de las bolsitas, o firmemente adherido por fuera, debe colocarse una etiqueta resistente (usualmente plástica) con el código que indica la muestra.


Mediciones

Una vez preparadas, las bolsitas de broza son incubadas en una cama de descomposición especialmente preparada al aire libre. Las camas de descomposición pueden ser desde un cuadrado más o menos homogéneo en el campo, limpio de vegetación y broza con las bolsitas colocadas encima, hasta una construcción más compleja de madera o cuadrados plásticos (con drenaje natural) llena con suelo cuidadosamente mezclado con broza estándar o una combinación de varias especies y cubierta con la misma mezcla de broza (Fig. 6). Dependiendo del tipo de estudio, la composición de la mezcla de suelo y broza puede involucrar una o varias comunidades y sitios; mientras que una mezcla más estandarizada que incluya no solo comunidades locales puede ser necesaria para algunos propósitos (ver más abajo dentro del mismo protocolo). En cualquier caso, la composición del material con el que se asientan y/o se cubren las bolsitas deberá ser homogéneo en toda la cama de descomposición para no causar diferencias microambientales importantes. Para tener en consideración posibles diferencias microambientales, en particular en camas de descomposición muy grandes, se recomienda dividir la misma en bloques estadísticos iguales, en cada uno de los cuales se colocará una réplica de la especie en una posición al azar dentro del bloque. Las bolsitas de hojarasca suelen ser incubadas uno o dos cm bajo la hojarasca mezclada que cubre la cama de descomposición para reducir la heterogeneidad en la dinámica de la humedad entre las muestras. Se pueden agregar algunas muestras adicionales que serán colocadas en la cama de descomposición y retiradas ni bien termine la instalación de la misma, para pesarlas y controlar por lo que pudieran ser pérdidas de material o ingreso de suelo en las bolsitas durante la manipulación. Al instalar la cama de descomposición, está puede ser rociada con agua desmineralizada o con agua de lluvia para llevar las muestras a capacidad de campo más rápidamente. Para evitar roturas en la cama de descomposición y pérdida de bolsitas, se puede colocar una malla de nylon o metal de 3 a 5 cm de apertura sobre la cama y así protegerla de la acción de mamíferos y aves. Para tener una medida de la cantidad de material externo que entra en las bolsitas durante la incubación, se pueden colocar algunas extra, y dejarlas durante todo el período de incubación, conteniendo un fragmento de plástico que represente las hojas. Las fechas y cronograma de recolección de las muestras variarán, en primer lugar de acuerdo a las condiciones climáticas y microclimáticas que determinarán las tasas de descomposición promedio en el área de estudio, y en segundo lugar en virtud de la calidad de la hojarasca incubada. En ambientes tropicales húmedos la mayor parte de la hojarasca llegará a perder el 90% de su masa en 2 meses o menos, mientras que en ambientes fríos o áridos es posible que en 2 años recién se alcance una pérdida del 50% de la masa inicial aún si se considerara la misma calidad de hojarasca. Generalmente 2 fechas de recolección de bolsitas son suficientes para evaluar la consistencia de las clasificaciones (rankings) de descomponibilidad de las especies en el tiempo, mientras que 5 o más fechas de recolección permitirán además evaluar al dinámica de la descomposición. Luego de la recolección, las muestras deben ser lavadas y procesadas directamente, de lo contrario almacenadas en congelador hasta su procesamiento. Las muestras recolectadas luego de la incubación deben ser limpiadas lo más exhaustivamente posible de suelo, fauna y otros materiales externos que puedan haber quedado adheridos a la hojarasca en descomposición, por ejemplo con pinzas o pequeños pinceles (Fig. 6). Ya limpias, las muestras de hojarasca descompuesta deben ser secadas en horno por 48 h a 60oC y luego pesadas. La tasa de descomposición se define como el porcentaje de masa perdida luego de la incubación o se calcula como k (constante de descomposición a partir de una pérdida de peso exponencial teórica si se han realizado más de una fecha de recolección:

k = Ln (M0 / Mt) / t,

donde k= constante de descomposición (año-1), M0=masa de la hojarasca en tiempo 0, Mt= masa de hojarasca en el tiempo t y t el tiempo de incubación (años).


Calibración entre estudios

Una desventaja del método de camas de descomposición es que el clima, microambiente y períodos de descomposición varían entre estudios. Una opción cuando se trabaja con hojarasca de distintos lugares, es la construcción de una única cama de descomposición que centralice todas las muestras y las incube simultáneamente. Aún mejor podría ser, si deben realizarse sucesivas camas de descomposición, establecer ciertas condiciones ambientales estándar o comunes a todas ellas, por ejemplo realizándolas en un ambiente relativamente controlado en invernadero. Sin embargo, esto no siempre es posible. Si deben hacerse incubaciones en distintos lugares con distintos grupos de especies, una alternativa es incluir en todas las camas de incubación algunos materiales comunes o estándar que pueden servir para comparar los patrones encontrados en distintas camas, o hacer luego una cama que incluya algunas muestras de algunas de las especies incluidas en las anteriores para calibrar las camas entre sí.


Casos especiales o extras

(i) Microcosmos. Aunque la mayoría de las camas de descomposición se hacen bajo condiciones de campo, las bolsitas de hojarasca también pueden ser incubadas en microcosmos para evaluar particularmente el efecto del suelo, la fauna del suelo o la hojarasca, o los lixiviados asociados a la descomposición, etc. Al igual que en los experimentos de jardín común, las muestras de hojarasca incubadas en los microcosmos serán recolectadas a intervalos de tiempo seleccionados en base a los objetivos del estudio, las características de la hojarasca y las condiciones de los microcosmos. El material incubado (hojarasca descompuesta) puede ser luego analizado para determinar no solo su pérdida de masa sino también los cambios químicos producidos en esa hojarasca y la colonización por distintos descomponedores.

(ii) Contaminación. Cuando la contaminación de las muestras de broza con arena o arcilla es alta, aún después de haber extraído los materiales exógenos más evidentes, puede ser necesario secar la muestra, y luego volver a limpiar los restos de arena y arcilla. Si aun así la muestra estuviera contaminada, será necesario calcinar las muestras por 4 h a 450ºC en una mufla y luego expresar la masa perdida sobre el material libre de cenizas (%) de la masa inicial y final (este procedimiento no es apropiado para suelos con mucha materia orgánica).

(iii) Fotodegradación. Debe tenerse en cuenta que en algunos ambientes áridos y ventosos, con gran irradiación, la pérdida de masa por fotodegradación o abrasión (adicionalmente a la descomposición microbiana) puede ser muy importante y podría afectar las clasificaciones de las especies en base a su descomponibilidad en condiciones de incubación no expuestas (bajo una capa de broza). A su vez, puede ser interesante evaluar la fotodegradabilidad de diferentes especies y compararla con la descomponibilidad causada por microorganismos.

(iv) La descomponibilidad de otros órganos (raíces y ramas), y la magnitud en la que está coordinada su descomponibilidad con la de las hojas pueden ser preguntas de relevancia ecológica. Existen nuevos métodos para incluir residuos leñosos de distintos tamaño en experimentos de descomposición en jardín común.


References on theory, significance and large datasets: Cornelissen (1996); Cadisch and Giller (1997); Cornelissen et al. (1999, 2007); Garnier et al. (2004); Austin and Vivanco (2006); Parton et al. (2007); Adair et al. (2008); Cornwell et al. (2008); Fortunel et al. (2009); Freschet et al. (2012).

More on methods: Taylor and Parkinson (1988); Cornelissen (1996); Robertson et al. (1999); Graça et al. (2005); Berg and Laskowski (2006); Freschet et al. (2012).